针对上述问题，中国科学院长春应用化学研究所林君/马平安团队开发了共载SOAT1抑制剂avasimibe（Ava）和铁死亡诱导剂auranofin（Aur）的人血清白蛋白纳米颗粒（HSA@Aur&Ava）。Ava通过阻断胆固醇酯化间接破坏脂筏结构，而Aur通过抑制硫氧还蛋白还原酶诱导铁死亡。两种药物的协同作用增强了脂质过氧化物的积累和铁死亡的发生。此外，肿瘤细胞释放的损伤相关分子模式（DAMPs）促进树突状细胞（DCs）成熟，进一步招募CD8⁺ T细胞，激活抗肿瘤免疫应答。该纳米颗粒通过化疗与免疫治疗的协同作用显著抑制肿瘤进展，为从胆固醇代谢调控角度开发高效抗肿瘤策略提供了新思路。该文章于2026年1月2日以《Albumin Nanoparticles Co-Loaded with Dual Drugs for Enhanced Ferroptosis-Based Cancer Therapy through Modulating Cholesterol Metabolism》为题发表于《Acs Nano》上（DOI: 10.1021/acsnano.5c17428）。

研究示意图

（1）合成、表征及体外细胞毒性研究

HSA@Aur&Ava通过一锅法合成，利用Aur或Ava与HSA疏水域之间的疏水相互作用。TEM图像显示单药和双药纳米粒径分布在50-100 nm范围内（图1b）。细胞毒性实验以4T1细胞为模型，在相同Aur或Ava浓度下，双药组表现出更强的细胞毒性（图1c,d）。HSA@Aur、HSA@Ava和HSA@Aur&Ava的IC50值分别为43.7 μg mL^-1、237.73 μg mL^-1和19.81 μg mL^-1。流式细胞术凋亡检测显示，低浓度单药纳米颗粒仅诱导少量肿瘤细胞凋亡，而相同药物浓度的HSA@Aur&Ava导致67.6%的细胞死亡（图1e）。

图1. (a) HSA @Aur&Ava合成流程示意图；(b) HSA @Aur&Ava透射电镜图像；(c)不同Aur浓度处理后4T1细胞的细胞毒性评估；(d)不同Ava浓度处理后4T1细胞的细胞毒性评估；(e)流式细胞术检测不同处理组4T1细胞凋亡率。

（2）体外诱导铁死亡

Fer-1孵育可显著逆转HSA@Aur和HSA@Aur&Ava的细胞毒性，高浓度纳米颗粒处理后细胞存活率分别从33.8%和9.68%升至78.4%和19.6%（图2a-c）。HSA@Aur&Ava处理后细胞内GSH水平降至对照组的24.85%，Cys水平降至40%（图2d,e）。Western blot显示HSA@Aur&Ava显著降低GPX4表达水平（图2f）。DCFH-DA荧光染色显示HSA@Aur&Ava显著增加细胞内ROS水平（图2g）。C11-Bodipy染色显示HSA@Aur&Ava诱导肿瘤细胞内脂质过氧化物大量积累（图2h）。Bio-TEM分析显示HSA@Aur&Ava处理后肿瘤细胞线粒体嵴显著消失或碎裂（图2i）。

图2. (a-c) Fer-1孵育对HSA@Aur、HSA@Ava和HSA@Aur&Ava细胞毒性的影响；(d) 细胞内GSH水平；(e) 细胞内Cys水平；(f) GPX4蛋白表达Western blot；(g) DCFH-DA检测ROS生成荧光图像；(h) C11-BODIPY检测脂质过氧化物荧光图像；(i) Bio-TEM观察细胞超微结构。

（3）体外胆固醇代谢重编程、脂筏破坏与细胞迁移

HSA@Ava和HSA@Aur&Ava有效降低4T1细胞内胆固醇酯水平，同时游离胆固醇水平显著升高（图3a,b）。Western blot显示Ava有效下调SOAT1表达（图3c）。HSA@Ava和HSA@Aur&Ava处理显著上调LXRα表达（图3d）。流式细胞术检测显示HSA@Aur&Ava诱导显著的ABCA1信号（图3e）。FITC-CTB染色GM1显示纳米颗粒处理后细胞膜脂筏水平显著降低（图3f）。划痕实验显示HSA@Aur&Ava显著抑制肿瘤细胞增殖和迁移（图3h）。

图3. (a) 细胞内胆固醇酯水平；(b) 细胞内游离胆固醇水平；(c) SOAT1蛋白表达Western blot，1-4分别为对照组、HSA@Aur组、HSA@Ava组和HSA@Aur&Ava组；(d) LXRα蛋白表达Western blot，1-4分别为对照组、HSA@Aur组、HSA@Ava组和HSA@Aur&Ava组；(e) ABCA1表达水平流式细胞术检测；(f) FITC-CTB染色GM1荧光图像；(g) 伪足形成影响示意图；(h) 划痕实验光学显微镜图像。

（4）铁死亡与代谢调控的转录组学分析

转录组分析中，火山图鉴定出6503个差异表达基因，其中4635个上调，1868个下调（图4a）。铁死亡和代谢相关DEGs热图显示两组间基因表达差异（图4b）。GO功能富集弦图分析显示铁死亡和脂质代谢相关基因显著改变（图4c）。GO注释分析显示DEGs显著富集于凋亡、代谢过程、免疫应答以及氧化应激和缺氧应答等生物学过程（图4d）。KEGG通路分析显示DEGs主要富集于铁死亡、免疫应答及MAPK、TNF、T细胞受体信号等代谢通路（图4e）。

图4.（a）对照组和HSA@Aur&Ava组4T1细胞DEG的火山图；（b） 适应性铁剥蚀及代谢相关对照组和HSA@Aur&Ava基团DEG的热图；（c） 基因与五条表征性GO通路关系的 GO 和弦图图；（d） GO注释分类分析，以及（e） 对对照组和HSA@Aur&Ava组DEG的KEGG富集分析。

（5）体内生物安全性、生物分布及抗肿瘤疗效

溶血实验显示白蛋白纳米颗粒无溶血现象（图5a）。如图5b所示治疗方案，4T1肿瘤细胞于第-7天皮下注射，当肿瘤平均体积达到50mm³时（设定为第0天）开始治疗。第0天和第7天，小鼠分别静脉注射PBS、 HSA @Aur、 HSA @Ava或 HSA @Aur&Ava。治疗期间各组4T1荷瘤小鼠体重无明显变化（图5c）。肿瘤生长曲线显示HSA@Aur&Ava组显著抑制肿瘤生长（图5d-h），第14天该组肿瘤体积和重量均明显小于其他对照组（图5h-j）。肿瘤组织免疫荧光染色显示HSA@Aur&Ava处理后GPX4和SOAT1表达显著降低（图5k,l），免疫组化显示HSA@Ava和HSA@Aur&Ava处理组ABCA1表达上调（图5m）。

图5.（a）溶血分析结果图像；（b）抗肿瘤治疗的实验性程序；（c）实验期间小鼠的体重曲线；（d）注射不同纳米颗粒的每组小鼠肿瘤生长曲线；（e）对照组的肿瘤生长曲线；（f） HSA@Aur组的肿瘤生长曲线；（g） HSA@Ava组肿瘤生长曲线；（h） HSA@Aur&Ava 组的肿瘤生长曲线；（i）各组肿瘤的体重；（j） 肿瘤的图像；（k） 不同治疗后的肿瘤GPX4免疫荧光染色；（l） 不同治疗后的肿瘤SOAT1免疫荧光染色；（m） 不同治疗后对肿瘤进行ABCA1免疫组化染色。

（6）体内抗肿瘤免疫及免疫记忆形成

流式细胞术检测显示，HSA@Aur&Ava组淋巴结中成熟DCs（CD80⁺CD86⁺）比例较对照组显著升高（图6b,c）。肿瘤组织中CD8⁺ T细胞浸润增加（图6d,e），CD8⁺TNF-α⁺和CD8⁺IFN-γ⁺细胞比例显著升高（图6f-i）。记忆T细胞（CD62L^-CD44⁺）分析显示HSA@Aur&Ava组效应记忆T细胞比例增加（图6j,k）。

图6. (a) 双药白蛋白诱导肿瘤细胞ICD激活示意图；(b,c) 淋巴结中DCs成熟（CD80⁺CD86⁺）流式分析及定量统计；(d,e) 肿瘤中CD8a⁺表达流式分析及定量统计；(f,g) 肿瘤中TNF-α⁺CD8a⁺表达流式分析及定量统计；(h,i) 肿瘤中IFN-γ⁺CD8a⁺表达流式分析及定量统计；(j,k) 肿瘤中记忆T细胞（CD62L-CD44⁺）表达流式分析及定量统计。

（7）体内肿瘤再激发与持久抗肿瘤免疫记忆

在原发肿瘤接种后第-10、-8、-6天等时间点尾静脉注射纳米颗粒，第0天接种远处肿瘤，第14天解剖（图7a）。各组肿瘤实物图像显示HSA@Aur&Ava组肿瘤体积最小（图7b）。HSA@Aur&Ava组远处肿瘤生长受到显著抑制（图7c-h），该组肿瘤重量明显低于其他对照组（图7h）。

图7.（a）抑制远处肿瘤复发的实验设计示意图；（b）肿瘤的图像；（c） 注射不同纳米颗粒的每组小鼠肿瘤生长曲线；（d）对照组肿瘤生长曲线；（e） HSA@Aur组肿瘤生长曲线；（f） HSA@Ava组肿瘤生长曲线；（g） HSA@Aur&Ava 组的肿瘤生长曲线；（h） 各组肿瘤的体重。