针对上述问题，浙江大学张鹏团队构建了一种免疫相容、可注射的导电水凝胶桥SSPH。该水凝胶由PEDOT:PSS与两性离子聚合物聚（磺基甜菜碱甲基丙烯酸酯）（PSBMA）自发共组装形成，其三维网络由阴离子-π相互作用、静电相互作用以及PEDOT富集纳米结构共同稳定。SSPH可通过微创注射填充不规则组织间隙，随后将生物电子器件植入水凝胶内部，在柔软组织与刚性器件之间形成顺应性界面桥。其动态网络具有良好的自愈合能力，能够在变形后维持本征导电通路。在急性肌肉损伤模型中，SSPH恢复了损伤区域的信号传输；在肌电记录和脊髓刺激模型中，SSPH则支持电极在长达四周内保持有效工作。该文章于2026年3月18日以《An Immunocompatible Conductive Hydrogel Via Anion-π Interlocking as an Injectable Bridge for Sustained Bioelectronic Interfacing》为题发表于《Advanced Materials》（DOI:10.1002/adma.72820）。

研究示意图. 可注射组织桥接材料（SSPH水凝胶）的设计及其界面应用。

（1）SSPH水凝胶的制备、流变性能与可注射性

SSPH水凝胶通过机械混合制备。将商用PEDOT:PSS溶液（1.1 wt.%）与PSBMA溶液（10 wt.%）按1∶1体积比混合后，体系在数秒内形成黏弹性水凝胶，并在5 min内保持形状，无明显流动。PSBMA浓度由5 wt.%增至20 wt.%或分子量由62 000增至1 000 000时，水凝胶弹性逐渐增强，主要与物理交联点和聚合物链缠结密度增加有关，后续采用SSPH2作为代表性配方进行表征。流变测试显示，在测试应变和频率范围内，SSPH2的储能模量（G′）均高于损耗模量（G″），力学响应以弹性为主；在1%与1000%应变交替作用下，水凝胶网络在高应变下发生破坏，应变释放后弹性迅速恢复，表明其具有自愈合能力。SSPH同时表现出剪切变稀特性，高剪切条件下黏度快速下降。剪切变稀与自愈合特性共同赋予SSPH可注射性，固含量为20 wt.%的SSPH4注射力仍低于20 N。注射至弯曲界面或明胶组织模型后，SSPH可贴合界面并填充不规则腔体。此外，SSPH在PBS中溶胀有限，SSPH4溶胀率低于100%，为其在组织修复和界面应用中的尺寸稳定性提供支持。

图1. SSPH水凝胶的流变学特性与可注射性。（a）由 PEDOT:PSS 和 PSBMA 溶液制备 SSPH 水凝胶的过程照片。（b）在与 PEDOT:PSS 混合时，采用不同 PSBMA 浓度制备的 SSPH 水凝胶（5%–SSPH1、10%–SSPH2、15%–SSPH3、20%–SSPH4）的储能模量（G′）和损耗因子（tan δ）（表 S1；角频率 ω = 10 rad/s，应变 ε = 1%，37 ℃；除非另有说明，以下条件均相同；n = 3，平均值 ± 标准差）。（c、d）SSPH 水凝胶（PSBMA 含量为 10%；除非另有说明，以下条件均相同）的振荡剪切流变学测试，展示其应变依赖行为（c，ω = 10 rad/s，37 ℃）和频率依赖行为（d，ε = 1%，37 ℃）。（e）SSPH 水凝胶的阶跃应变测试，其中大应变（ε = 1000%，100 s）与小应变（ε = 1%，25 s）交替施加。（f）SSPH 水凝胶的黏度及剪切变稀行为。（g）使用 26 G 针头、以 20 mm/min 的注射速度测得的不同 PSBMA 含量 SSPH 水凝胶的注射力（n = 3，平均值 ± 标准差）。（h）可注射性与共形适应性展示：（i–ii）沿弯曲界面注射；（iii–iv）在模拟组织腔内进行共形填充；（v）SSPH 水凝胶经 23 G 针头挤出，用于直接书写。

（2）SSPH水凝胶的凝胶化机制

PSBMA/PSSNa可自发形成黏弹性凝胶，PSBMA/PEDOT不形成类固体网络，PSBMA/PEDOT:PSS凝胶弹性更高，说明PSSNa主导凝胶化，PEDOT增强网络。PMTAC/PSSNa产生沉淀，PSAPS/PSSNa无明显作用，PSBMA/PVAS不成胶，表明凝胶化依赖两性离子与芳香磺酸根的协同作用。网络模型包括磺酸根-苯环-阳离子间的阴离子-π相互作用及季铵阳离子-磺酸根静电缔合。PSBMA-3凝胶强度最高，K⁺、Na⁺、Li⁺体系强度依次降低；缔合为自发熵驱动过程（ΔS＞0，|TΔS|≫|ΔH|）。PSBMA削弱PSS-PEDOT相互作用，促使PEDOT由苯式转为醌式，有利于π电子离域和电荷传输；PEDOT富集区均匀嵌入PSS-PSBMA网络，PEDOT:PSS形成开放纳米网络，π-π堆积距离缩短。阴离子-π作用、静电缔合、π-π堆积及疏水作用共同构建并稳定SSPH三维网络。

图2. SSPH 水凝胶的凝胶化机制。（a）将 PSBMA（SB）分别与 PEDOT（ED）、PSSNa（SS）或 PEDOT:PSS（ED:SS）混合后所得混合物的振荡流变学特性（n = 3，平均值 ± 标准差）。（b）PSBMA-2、PSBMA-3 和 PSBMA-4 代表阳离子基团与阴离子基团之间具有不同间隔基长度的两性离子聚合物。PMTAC 是一种仅含季铵阳离子的聚合物，而 PSAPS 仅含磺酸根阴离子。PVAS 具有与 PSSNa 相似的结构，但不含芳环。（c）不同聚合物混合后所得混合物的振荡流变学特性。（d）阴离子–π 相互作用与离子相互作用形成互锁结构的推测机制。（e、f）PSBMA-2、PSBMA-3 和 PSBMA-4 分别与 PSSNa（M_w ≈ 200 000）形成的水凝胶的振荡流变学特性（e），以及 PSBMA（M_n ≈ 83 000）与 PSSX（X = K⁺、Na⁺、Li⁺；M_w ≈ 75 000）形成的水凝胶的振荡流变学特性（f）。（g）在等温滴定量热（ITC）实验中，将 PSBMA 溶液逐步滴定至 PEDOT:PSS 溶液时所得的归一化积分热量。（h）PEDOT:PSS 和 SSPH2 水凝胶的拉曼光谱。（i）PEDOT:PSS 与 PSBMA 混合物的紫外–可见光谱。图例所示比例表示基于 PEDOT:PSS 和 PSBMA 重复单元计算的摩尔比。（j）SSPH2 的原子力显微镜（AFM）图像。（k）PEDOT:PSS 及不同 PSBMA 含量的 PEDOT:PSS/PSBMA 水凝胶的小角 X 射线散射（SAXS）曲线。“10% PSBMA”是指 PSBMA 在 PEDOT:PSS 溶液中的质量浓度，定义为每 1 mL PEDOT:PSS 溶液中加入的 PSBMA 质量（例如，100 mg 对应 10%，40 mg 对应 4%）。（l）约化密度梯度（RDG）与电子密度乘以 Hessian 矩阵第二本征值符号所得数值之间的散点图。

（3）SSPH水凝胶的导电性与电化学稳定性

PEDOT:PSS与PSBMA的多重非共价相互作用赋予SSPH离子和电子导电能力。随PSBMA含量增加，两者电导率均下降，主要与PEDOT:PSS比例降低及PSBMA-PSS相互作用影响离子迁移通道有关。含10 wt.% PSBMA的水凝胶离子电导率约0.5 S/m、电子电导率约0.1 S/m，与天然软组织相当。SSPH2经1000次循环伏安扫描后电荷存储容量下降不足10%，经100 000次充放电循环后电荷注入容量下降不超过3%；37 ℃储存28 d后，阻抗谱无明显变化，电荷注入容量基本稳定。连续三次注射后，SSPH2在约1 kHz处的阻抗无显著差异；经26 G、23 G和18 G针头挤出的单根水凝胶丝电阻保持稳定，多根叠合后总电阻降低，表明网络可形成连续电流通路。18 G水凝胶丝在100%拉伸应变下电阻变化较小，在50%应变循环拉伸—释放中仅出现轻微滞后，表明其变形后具有电学恢复能力。

图3. SSPH 水凝胶的电化学与电学性能。（a）不同 PSBMA 含量的 SSPH 水凝胶的离子电导率（Ri）和电子电导率（Re）。（b）不同 PSBMA 含量的 SSPH 水凝胶的电化学阻抗谱（EIS）曲线。（c）SSPH2 水凝胶在 1000 次循环中记录的循环伏安（CV）曲线。（d）1000 次 CV 循环后的电荷存储容量（CSC）保持率（CSC/CSC₀ ≈ 90%）。（e、f）在电荷注入循环（第 1、10³、10⁴ 和 10⁵ 次循环）中的代表性电压波形及相应的电流密度（CD）响应（e），以及归一化电荷注入容量（CIC/CIC₀）随电荷注入循环次数（100–10⁵ 次）的变化（f）。（g、h）SSPH2 水凝胶在 37 ℃下储存第 0、14 和 28 天后的 EIS 曲线（g）及 1 kHz 下的阻抗（h）。（i、j）SSPH2 水凝胶在 37 ℃下储存 0、14 和 28 天后的电流密度（i）和 CIC 值（j）。（k）SSPH2 水凝胶在三次注射循环中每次注射后测得的 1 kHz 阻抗。（l）经不同针头（26、23 和 18 G）挤出的 SSPH2 水凝胶丝在分别堆叠三次后的电阻变化。（m）SSPH2 水凝胶在高达 200% 的拉伸应变下的相对电阻变化（R/R₀）。

（4）SSPH水凝胶的免疫相容性

SSPH与L929成纤维细胞共培养72 h后未抑制细胞增殖，表明其细胞毒性较低。通过23 G针头将SSPH2注射至小鼠背部皮下，以PEDOT:PSS整体水凝胶DSPH为对照，于植入第14天和第28天采集周围组织，评估急性炎症和长期异物反应。第14天，DSPH组TNF-α、IL-6、CCR-7和IL-17呈高表达，SSPH2组仅出现轻微炎症反应。第28天，Masson三色染色显示DSPH植入物周围形成致密胶原包膜，SSPH2组胶原密度约为DSPH组的一半。F4/80和CD3免疫荧光染色显示，DSPH周围存在较多巨噬细胞和淋巴细胞募集，SSPH2组仅见少量免疫细胞浸润。结果表明，SSPH2可减轻植入引起的炎症和纤维包裹反应，具有体内免疫相容性。

图4. SSPH2 水凝胶的免疫相容性。（a）成纤维细胞与 SSPH2 水凝胶共培养 24、48 和 72 h 后的细胞活力，以 PBS 对照组在 24 h 时的细胞活力进行归一化（n = 4，平均值 ± 标准差）。（b）成纤维细胞与 PBS 和 SSPH2 水凝胶共孵育不同时间点后的活/死细胞染色（绿色：活细胞；红色：死细胞）。（c、d）植入两周后的急性炎症反应评估。对炎症标志物（TNF-α、IL-6、CCR-7 和 IL-17）进行免疫组织化学染色，染色结果见（c），定量结果见（d）。炎症标志物阳性细胞呈棕色，而经苏木精染色的细胞核呈蓝色。数据取自距材料–组织界面 50 µm 范围内的组织（每组 n = 5 只小鼠，平均值 ± 标准差）。（e、f）SSPH2 和 DSPH 水凝胶植入物周围切除组织的组织学及免疫荧光评估（F4/80：巨噬细胞标志物；CD3：T 细胞标志物）见（e）；植入物–组织界面处胶原囊密度的定量分析见（f）（每组 n = 5 只小鼠，平均值 ± 标准差）。组织学图像中的星号“”表示植入物的原始位置。（d、e）采用双尾 t 检验确定统计学显著性，（a）采用单因素方差分析（one-way ANOVA）并进行 Tukey 事后检验；P < 0.05，P < 0.01，P < 0.001，***P < 0.0001；ns：差异无统计学意义。

（5）SSPH水凝胶桥接神经肌肉信号并维持长期肌电记录

在大鼠坐骨神经模型中，将SSPH2注射至神经周围并插入刺激电极，以避免电极与神经直接接触。不同频率和幅值的电刺激下，SSPH2保护电极与裸露电极均诱发后肢收缩，踝关节运动可跟随刺激信号，两组无显著差异；50 Hz刺激引起与高频强直性收缩相符的持续收缩。刺激后，SSPH2组未见明显组织损伤，电极与神经直接接触则造成不同程度的神经损伤。在胫骨前肌横断模型中，对近端肌肉施加电刺激并记录远端肌电信号。缺损未填充时未检测到肌电信号；随SSPH2逐渐桥接组织间隙，信号振幅增加；横断部位完全填充后，肌电振幅接近完整肌肉。在0—10 V刺激电压范围内，SSPH2填充组织可传输与健康肌肉相当的电信号，表明其能够桥接肌肉缺损并支持神经信号传导。长期肌电记录比较了裸露铂电极、预先注射SSPH2后植入的SSPH2/Pt电极及皮肤表面电极。植入早期，两种植入式电极的信噪比均高于表面电极；随后四周内，裸露电极信噪比下降并接近表面电极，SSPH2/Pt电极则保持较高的记录性能。Masson三色染色显示，裸露电极周围形成致密胶原包裹，SSPH2保护电极周围的纤维层较薄。

图5. SSPH2 水凝胶用于神经肌肉信号桥接及提升长期肌电（EMG）电极性能的评估。（a）刺激信号传输实验示意图。暴露大鼠坐骨神经，在神经横断处注射 5–10 µL SSPH2 水凝胶，并连接刺激电极。作为对照，将裸露的双极钩状电极直接与坐骨神经接触以传输信号。（b、c）在不同刺激电压下，SSPH2 处理组和裸电极（mock）组踝关节角位移（θ）的定量分析（b）；每秒腿部振动次数随刺激频率变化的曲线（c）。插图显示连续刺激下具有代表性的连续腿部反应。（d）急性刺激与记录装置示意图，其中 SSPH2 水凝胶桥接横断的肌肉，以恢复刺激电极与记录电极之间的信号传输。（e–g）在体积性肌肉缺损（VML）模型中注射 SSPH2 水凝胶并形成桥接的照片（e）；用 SSPH2 水凝胶填充缺损后，电刺激诱发的 EMG 幅值（f）；在不同刺激电压下，完整组、损伤未处理组和块状 SSPH2 水凝胶处理组大鼠记录到的 EMG 幅值（g）；“ns”表示未损伤组与处理组之间差异无统计学意义，数字则表示处理组与损伤组之间的显著性水平。（h）慢性植入实验示意图，其中 SSPH2 水凝胶桥接 EMG 电极与肌肉，用于长期 EMG 信号记录。（i–k）植入后 28 天内，体表电极、裸 Pt 电极和 SSPH2/Pt 电极记录的 EMG 信号的信噪比（SNR）（i）；第 0 天和第 28 天记录的代表性 EMG 波形（j）；植入 28 天后，裸电极和 SSPH2/Pt 电极周围组织切片的代表性 Masson 三色染色图像（k）。数据以平均值 ± 标准差表示（每组 n = 3）。（b、g）采用双尾 t 检验确定统计学显著性，（f）采用单因素方差分析并进行 Tukey 事后检验；P < 0.05，P < 0.01，P < 0.001，****P < 0.0001；ns：差异无统计学意义。

（6）SSPH水凝胶提高脊髓刺激电极的长期性能与镇痛效果

脊髓刺激（SCS）可用于治疗慢性神经病理性疼痛，但长期植入引起的炎症和异物反应会升高界面阻抗并降低刺激效率。研究建立保留神经损伤（SNI）模型，将SSPH2注射至大鼠L4—L6硬膜外腔后植入电极，并以裸露电极为对照。植入早期，两组电极在1 kHz处的阻抗均适度升高；随植入时间延长，裸露电极的阻抗和运动阈值显著增加，SSPH2组仅缓慢上升，可能与SSPH2抑制急性炎症和异物反应、减轻神经瘢痕并维持电极—组织接触有关。植入第0天，两组经30 min SCS后50%足爪撤回阈值（PWT）均显著升高；裸露电极的镇痛作用随时间减弱，第14天刺激后其50% PWT约为7.0 g，SSPH2组约为10 g。丙酮冷刺激实验显示，第21天裸露电极组基本失去镇痛作用，SSPH2组仍保持镇痛效果。植入28 d后，裸露电极周围形成增厚的致密纤维包膜，并伴有CD68阳性巨噬细胞、GFAP阳性星形胶质细胞和IBA1阳性小胶质细胞募集；SSPH2组胶原沉积和局部炎症细胞浸润减少，表明其可维持长期脊髓神经调控界面的稳定性。

图6. SSPH2/Pt 脊髓电刺激（SCS）电极在保留性神经损伤（SNI）模型中的长期性能与镇痛效果。（a）（i）SNI 模型中 SCS 电极植入示意图。将 SSPH2 水凝胶注射至 L4–L6 硬膜外腔，随后植入电极进行电刺激，以缓解神经病理性疼痛；（ii）实验时间线，显示 SNI 手术、电极植入及 SCS 治疗安排；（iii）单次 30 min SCS 治疗过程示意图。（b）实验组（EXP，SSPH2/Pt）和对照组（CON，裸 Pt）电极在不同时间点的阻抗。须线表示最小值和最大值（以下各图相同）。（c）刺激运动阈值随电极植入后时间变化的曲线。（d、e）在植入后第 0、7、14 和 25 天，大鼠在 30 min SCS 治疗前后测得的缩足阈值（PWT）（d）；单次 SCS 治疗前后（0–60 min）PWT 的变化（e）。（f）在植入后不同时间点，大鼠在 30 min SCS 治疗前后对丙酮诱发冷刺激的反应时间百分比。（g）裸电极和 SSPH2 桥接电极植入后硬膜外组织反应的组织学与免疫荧光分析。采用 CD68（巨噬细胞）、GFAP（星形胶质细胞）和 IBA1（小胶质细胞）染色评估局部炎症细胞浸润。（h）植入电极周围胶原层厚度的定量分析。数据以平均值 ± 标准差表示（每组 n = 5；图 h 的数据来自 n = 4 个样本）。统计分析采用双尾 t 检验；P < 0.05，P < 0.01，P < 0.001，****P < 0.0001；ns：差异无统计学意义。