方案1. 具有ROS响应和导电特性的可注射多功能超分子水凝胶HCPA的合成过程示意图。

（1）HCPA水凝胶的制备与表征

通过酰胺偶联反应合成HA-CD作为主体，经¹H NMR测定β-CD修饰量约为9.3%。通过傅里叶变换红外光谱（FTIR）分析PPy-Ad结构，1162 cm⁻¹归属于吡咯C-N伸缩振动，1580 cm⁻¹归属于苯环骨架振动，1334 cm⁻¹证明了硼酸酯键的形成。将HA-CD与PPy-Ad通过主客体相互作用原位混合形成HCPA水凝胶。不同分子量HA（10–100 kDa、200–400 kDa、1800–2200 kDa）制备的水凝胶（HCPA1、HCPA2、HCPA3）凝胶化时间依次增加，扫描电镜显示孔径逐渐减小，网络结构逐渐致密。注射性评价显示HCPA2具有适宜的注射性，故用于后续研究。HCPA水凝胶表现出优异的组织粘附能力，可粘附于玻璃、心脏、肝脏、脾脏、肺和肾脏表面。流变学测试表明，储能模量G′始终大于损耗模量G″直至应变增至100%，具有良好的凝胶稳定性；频率扫描显示其对振荡具有良好的稳定性；稳态剪切流变学显示粘度随剪切速率增加而降低，具有剪切稀化行为；交替施加100%和0.1%应变的自愈合测试表明其可反复在凝胶-溶胶状态间转换。

图1. HCPA水凝胶的制备与表征。(A) HCPA水凝胶分子结构和合成示意图。(B) HCPA水凝胶原位生成的电子照片。(C) 不同水凝胶的扫描电子显微镜（SEM）图像。(D) 不同水凝胶的注射性评价。(E) HCPA水凝胶的粘附性测试。(F) HCPA水凝胶的动态应变扫描曲线。(G) HCPA水凝胶的振荡频率变化曲线。(H) HCPA水凝胶随剪切速率的粘度曲线。(I) HCPA水凝胶的自愈合测试。

（2）HCPA水凝胶的ROS清除能力、降解性及导电性

利用紫外-可见分光光度法检测HCPA水凝胶对三种ROS的清除能力，包括氮中心自由基（⋅N）、羟基自由基（⋅OH）和超氧阴离子自由基（O₂⁻⋅），清除率分别达到60.0%、32.6%和36.4%。体外模拟梗死微环境降解实验表明，HCPA水凝胶在400 μM H₂O₂和pH 6.5条件下降解最快，两者同时存在显著加速降解。导电性测试显示HCPA水凝胶电导率为2.81±0.10×10⁻⁴ S cm⁻¹，处于正常心肌组织电导率范围（10⁻⁵至10⁻³ S cm⁻¹）内。小灯泡发光实验直观证明了其导电性能，凝胶可导通电路使灯泡发光，切断后重新闭合仍可发光。

图2. HCPA水凝胶的性能与功能。HCPA水凝胶清除不同类型ROS的紫外-可见吸收光谱时间依赖性曲线：(A)⋅N；(B)⋅OH；(C)O₂⁻⋅。HCPA水凝胶对不同类型ROS的清除率：(D)⋅N；(E)⋅OH；(F)O₂⁻⋅。HCPA水凝胶在不同条件下的质量降解率：(G)不同浓度H₂O₂溶液；(H)不同pH的PBS；(I)前5天pH 7.4 PBS溶液，后5天pH 6.5的400 μM H₂O₂ PBS溶液。(J)不同样品的电导率。(K) HCPA水凝胶小灯泡发光测试的示意图和代表性图像。

（3）hiPSCs定向心脏分化及HCPA水凝胶生物相容性

hiPSCs经定向分化后，第8–10天开始自发搏动。qRT-PCR和免疫荧光证实了阶段特异性标志物的时序表达：SOX2/NANOG（hiPSCs）、T/EOMES（中胚层）、ISL1/GATA4（心脏祖细胞）和α-Actinin/cTnT（心肌细胞）。流式细胞术分析显示约90%的细胞为cTnT阳性，表明心脏分化效率高。CCK8和LIVE/DEAD染色表明HCPA水凝胶对新生小鼠心室心肌细胞（NMVCs）和hiPSC-CMs活力无显著影响。体内注射HCPA水凝胶未显著改变小鼠血清AST和Cr水平，表明无肝肾毒性，具有良好的体内外生物相容性。

图3. hiPSCs定向心脏分化体系的构建及HCPA水凝胶生物相容性检测。(A) 不同阶段的细胞显微图像。(B) 相应阶段细胞标志物基因表达的qRT-PCR检测。hiPSCs：SOX2；中胚层：T；心脏祖细胞：ISL1；心肌细胞：α-Actinin。(C) cTnT代表性免疫荧光图像。(D) α-Actinin代表性免疫荧光图像。(E) cTnT阳性心肌细胞的流式细胞术检测。(F) HCPA水凝胶处理心肌细胞的CCK8结果。(G) 心肌内注射HCPA水凝胶小鼠血清AST和Cr含量的ELISA检测。

（4）HCPA水凝胶递送hiPSC-CMs对MI小鼠心功能及细胞滞留的影响

通过结扎左前降支冠状动脉建立小鼠MI模型，并经心肌缺血苍白和心电图ST段抬高确认。超声心动图结果显示，MI后28天EF和FS显著降低，LVIDd和LVIDs升高，hiPSC-CMs单独（MIC组）、HCPA水凝胶单独（MIH组）和HCPA水凝胶包封hiPSC-CMs（MICH组）治疗后均显著改善心功能，其中MICH组效果最显著。CM-DiI染色显示，单独移植hiPSC-CMs在梗死区滞留极少，而HCPA水凝胶包封显著保留hiPSC-CMs。免疫荧光显示，单独移植的hiPSC-CMs与宿主心肌细胞几乎无缝隙连接，Cx43表达可忽略；而HCPA水凝胶组可见hiPSC-CMs与宿主心肌细胞间形成缝隙连接，高倍图像中移植细胞周围出现良好的肌节结构，促进了结构与功能整合。

图4. HCPA水凝胶包封hiPSC-CMs治疗增强MI小鼠心功能并促进hiPSC-CMs滞留和整合。(A)实验时间线示意图。(B)小鼠代表性心电图。(C)第28天不同组小鼠的代表性超声心动图。(D)超声心动图相关EF、FS、LVIDd和LVIDs的分析。(E) MI后28天单独移植hiPSC-CMs和HCPA水凝胶包封hiPSC-CMs的代表性免疫荧光图像。

（5）HCPA水凝胶负载hiPSC-CMs促进血管生成并减轻心肌重塑

CD31免疫荧光染色评估梗死后28天血管生成，结果显示单独hiPSC-CMs或HCPA水凝胶均较Sham和MI组产生更多新生血管，MICH组新生血管水平最高。H&E染色显示MI组心肌纤维紊乱断裂、心肌细胞空泡化、纤维瘢痕组织替代，治疗后病理重塑现象改善，MICH组最显著。Masson和Sirius Red染色显示，各治疗组均有效减少心肌纤维化面积，MICH组纤维化程度最轻。MI组瘢痕面积最大、室壁最薄，各治疗组均改善，MICH组梗死面积减少和室壁增厚最显著。

图5. HCPA水凝胶包封hiPSC-CMs治疗促进MI小鼠血管生成并减轻心脏重塑。(A, B)不同治疗后28天CD31（红色）的代表性免疫荧光图像和定量分析。(C)小鼠心脏切片的HE染色代表性图像。(D, E)不同治疗后28天小鼠心脏切片的Masson三色染色及胶原含量定量分析。(F, G)不同治疗后28天小鼠心脏切片的Sirius Red染色及胶原含量定量分析。

（6）HCPA水凝胶负载hiPSC-CMs改善心脏电传导和缝隙连接形成

心电图显示，MI后28天QRS间期较Sham组显著延长，HCPA水凝胶单独（MIH组）或包封hiPSC-CMs（MICH组）治疗后显著改善，MICH组效果更显著。电标测技术显示正常心脏传导方向清晰有序，MI组电信号传导延迟，MIH组和MICH组加速传导速度，MICH组传导更快。免疫荧光显示MI组α-Actinin和Cx43蛋白表达极低，MIC和MIH组表达增加，MICH组表达更高。qRT-PCR和Western blot进一步证实了Cx43的mRNA和蛋白表达在MICH组显著上调。证实HCPA水凝胶负载hiPSC-CMs可提高心脏电传导速度并促进缝隙连接形成。

图6. HCPA水凝胶包封hiPSC-CMs治疗改善MI小鼠心肌电传导并促进缝隙连接形成。(A)第28天不同治疗组小鼠的代表性心电图。(B)心电图QRS时限测量。(C)第28天不同治疗组小鼠的代表性电传导热图。(D)基于电传导距离和激活时间计算的传导速度。(E–G)第28天不同治疗组小鼠心脏中α-Actinin（绿色）和Cx43（红色）的代表性免疫荧光图像和定量分析。(H)第28天不同治疗组小鼠心脏Cx43 mRNA水平的qRT-PCR分析。(I)第28天不同治疗组小鼠心脏Cx43蛋白水平的Western blot分析。

（7）HCPA水凝胶清除ROS并诱导巨噬细胞极化改善MI微环境

MI后24小时，DHE染色显示MI组心肌组织ROS大量积累，HCPA水凝胶（MIH组）显著减弱DHE荧光，表明其可有效调节ROS微环境。MI后3天qRT-PCR显示，MI组M1型巨噬细胞表面标志物CD86、iNOS和促炎因子TNF-α、IL-1β、IL-6显著上调，MIH组明显降低；M2型标志物MRC1、Arg1和抗炎因子IL-10、TGF-β在MIH组显著增加。ELISA结果也显示MI组促炎因子蛋白表达增加而MIH组降低，抗炎因子IL-10和TGF-β在MIH组显著升高。免疫荧光染色显示MIH组较MI组iNOS阳性信号更少、MRC1阳性信号更多，Arg1蛋白水平也更高。上述结果表明HCPA水凝胶可通过清除ROS和诱导M1型巨噬细胞向M2型极化来改善MI微环境。

图7. HCPA水凝胶通过清除ROS和诱导巨噬细胞从I型向II型极化改善梗死微环境。(A)实验时间线。(B)注射后24小时心脏切片的超氧阴离子活性（DHE，红色）代表性荧光图像和定量分析。(C)心脏CD86和iNOS表达的qRT-PCR检测。(D)心脏TNF-α（n=4）、IL1β（n=9）和IL6（n=7）表达的qRT-PCR检测。(E)心脏MRC1和Arg1表达的qRT-PCR检测。(F)心脏IL10和TGF-β表达的qRT-PCR检测。(G)不同治疗组72小时心脏切片的iNOS代表性免疫荧光图像。(H)不同治疗组72小时心脏切片的MRC1代表性免疫荧光图像。

（8）HCPA水凝胶通过PPARα/NFκB信号通路调控炎症反应

MI后72小时转录组测序显示，MIH组基因表达谱较MI组更接近Sham组。与MI组相比，MIH组有469个基因上调、1476个基因下调。GO功能富集分析显示差异基因显著富集于炎症反应、细胞迁移调控、蛋白结合和信号受体结合等生物学过程。KEGG通路富集分析中，PPAR信号通路和NFκB信号通路显著富集。GSEA显示HCPA水凝胶治疗导致炎症反应基因和NFκB信号通路相关基因全局下调。PPI分析提示PPARα、NFκB与巨噬细胞极化相关基因高度关联。Western blot和qRT-PCR验证显示，MI组PPARα表达显著降低，IκBα表达下降，p-NFκB表达升高；HCPA水凝胶逆转了这些变化。体外RAW264.7细胞实验进一步证实PPARα激动剂（WY14643）上调IκBα、降低p-NFκB，而PPARα拮抗剂（GW6471）则相反，表明HCPA水凝胶可通过调控PPARα进而影响NFκB信号通路来对抗炎症。

图8. HCPA水凝胶通过调控PPARα/NFκB信号通路促进巨噬细胞极化以对抗炎症。(A)RNA测序和分析示意图。(B)Sham、MI和MIH组差异表达基因（DEGs）的热图（红色：上调；蓝色：下调）。(C)MI和MIH组DEGs的火山图（红色：上调；蓝色：下调）。(D)DEGs的GO富集分析。(E)根据KEGG进行的DEGs通路富集分析。(F)MIH vs. MI的GSEA显示炎症反应基因和NFκB信号通路基因全局下调。(G)PPARα、NFκB和巨噬细胞极化相关基因的PPI网络。(H)PPARα蛋白表达的Western blot分析。(I)PPARα mRNA表达的qRT-PCR检测。(J)IκBα蛋白表达的Western blot分析。(K)IκBα mRNA表达的qRT-PCR检测。(L)p-NFκB蛋白表达的Western blot分析。