针对上述问题，广州医科大学附属肿瘤医院胡小山团队研究开发了一种肿瘤细胞膜伪装的纳米平台CM@HFeS/DOX/MSA-2，旨在协同触发铁死亡并激活cGAS-STING通路。该系统整合HFeS纳米酶、阿霉素（DOX）和STING激动剂MSA-2，能够在酸性TME中实现pH响应性药物释放和铁介导的ROS生成，共同诱导铁死亡、增强ICD并放大STING信号，从而促进树突状细胞成熟和T细胞活化。体内实验结合成像质谱流式（IMC）和免疫细胞耗竭模型证实，CM@HFeS/DOX/MSA-2可有效抑制淋巴瘤进展，并确定CD8⁺ T细胞和DCs为疗效的关键介导者。这项工作建立了一种机制整合的纳米免疫治疗策略，能够重塑免疫抑制性淋巴瘤微环境，为将细胞死亡机制与先天免疫激活相结合的次世代纳米药物提供了新的解决方案。该文章于2026年4月27日以《Ferroptosis-STING co-activation drives GzmB⁺CD38⁺CD8⁺ T-cell expansion to overcome lymphoma immunosuppression》为题发表于《Biomaterials》（DOI: 10.1016/j.biomaterials.2026.124250）。

图1.（A）CM@HFeS/DOX/MSA-2纳米粒子的制备过程示意图。（B）该多功能纳米平台的作用机制示意图：协同激活cGAS-STING通路和铁死亡，从而刺激强效的抗肿瘤免疫反应。

（1）CM@HFeS/DOX/MSA-2的合成与表征

研究人员采用改良Stöber法合成单分散SiO₂纳米球，经与氯化铁在硼氢化钠存在下于80°C反应制备空心硫化铁（HFeS）纳米结构。TEM显示HFeS呈明确空心球形，尺寸均一（图2A）；淋巴瘤细胞膜包覆后（CM@HFeS/DOX/MSA-2）仍保持空心结构（图2B）。元素Mapping证实Fe、S、Si均匀分布（图2C）。DLS显示组装过程中流体力学直径递增：HFeS 124.4±1.498 nm → CM@HFeS/DOX/MSA-2 162.9±6.39 nm（图1D–G）。琼脂糖凝胶电泳（图2H）和Zeta电位分析（图2I）证实细胞膜包覆成功，表面电位由23.6 mV转为−29.6 mV，提示生理稳定性改善与免疫逃逸增强。PBS中7天粒径变化微小，胶体稳定性优异（图2J）。XRD证实细胞膜包覆未改变内核晶体结构（图2K），XPS验证Fe、S、Si存在，Fe 2p在711.2 eV和724.9 eV处呈Fe³⁺特征峰（图2L–M），Si 2p峰位于102.8 eV（图2N）。ICP测定铁含量为51.47 wt%，用于后续铁归一化处理。上述特征构建了稳健的仿生递送系统，可实现肿瘤靶向及酸性微环境中铁离子、DOX和MSA-2的可控释放，支撑铁死亡诱导与STING激活。

图2.CM @HFeS的制备与表征。(A) HFeS的TEM图像；(B) CM@HFeS/DOX/MSA-2的TEM图像；(C) CM@HFeS/DOX/MSA-2的TEM元素映射图；(D) HFeS的粒径；(E) HFeS/DOX的粒径；(F) HFeS/DOX/MSA-2的粒径；(G) CM@HFeS/DOX/MSA-2的粒径；(H) 凝胶电泳图；(I) HFeS、HFeS/DOX、HFeS/DOX/MSA-2和CM@HFeS/DOX/MSA-2的电位图；(J) CM@HFeS的粒径稳定性；(K) SiO₂和CM@HFeS的XRD图谱； (L) CM@HFeS的全谱XPS图谱。 （M）Fe 2p 的高分辨率 XPS 光谱；（N）Si 2p 的高分辨率 XPS 光谱。

（2）CM@HFeS/DOX/MSA-2的刺激响应性释放及铁死亡催化活性

研究人员通过紫外-可见光谱验证了DOX和MSA-2在CM@HFeS纳米酶上的成功共载。如图3A所示，CM@HFeS/DOX/MSA-2在约480 nm和320 nm处表现出特征吸收峰，分别对应DOX和MSA-2。定量分析显示DOX和MSA-2的载药效率分别为33.5%（包封率84.3%）和24.6%（包封率78.29%），其负载机制涉及π-π堆积、配位及疏水相互作用。两种药物均表现出显著的pH/GSH响应性释放特征。24小时时，DOX在pH 5.5含10 mM GSH条件下释放达79.1%，MSA-2释放达68.0%（图3B-C），归因于酸性条件下Fe-O/Fe-S键水解及GSH介导的氧化还原反应。Fe²⁺释放同步增强，从pH 7.4的12.7%增至pH 5.5含GSH的57.2%（图3D-F）。纳米酶催化活性评估显示，CM@HFeS在pH 4.5时类过氧化物酶活性最强（图3G），可高效产生·OH（图3H），并耗竭GSH（图3I）。生物安全性方面，红细胞形态保持完整（图3J），溶血率低于5%，表明良好的血液相容性。

图3.CM @HFeS/DOX/MSA-2的材料表征。(A) DOX、MSA-2、CM@HFeS和CM@HFeS/DOX/MSA-2的紫外吸收光谱；(B) DOX在不同条件下的药物释放曲线；(C) MSA-2在不同条件下的释放曲线；(D) 铁离子在不同条件下的释放曲线；(E) 与邻菲罗啉反应后累积释放的铁的颜色变化图像； (F) CM@HFeS/DOX/MSA-2在pH 5.5的溶液中与10 mM GSH孵育8小时后的TEM图像；(G) CM@HFeS TMB溶液在pH 4.5、6.0和7.4下孵育30分钟后的紫外-可见吸收值。 (H) 在pH 4.5、 H₂O₂存在下，MB溶液与不同浓度CM@HFeS孵育后的紫外-可见吸收光谱； (I) 在pH 4.5下，不同浓度CM@HFeS处理后GSH的消耗情况；(J) 不同浓度CM@HFeS处理后红细胞形态的SEM图像。

（3）CM@HFeS/DOX/MSA-2的同型肿瘤靶向能力

研究人员通过流式细胞术检测CM@HFeS/DOX摄取，发现A20细胞内化水平显著高于HUVEC、MB49及L929细胞，平均荧光强度约为其他细胞2倍，CLSM证实该选择性摄取，且胞内荧光从1至6小时渐进增加，表明同型膜相互作用介导高效持续内化。体内实验中，A20荷瘤小鼠注射后CM@HFeS/ICG于1小时内迅速肿瘤蓄积并维持至少24小时，而未包覆HFeS/ICG肿瘤定位微弱、主要分布于肝脏；离体荧光成像及定量分析证实CM组肿瘤蓄积更高、脱靶摄取减少，ICP-OES显示CM@HFeS肿瘤Fe蓄积显著增加。同源细胞膜包覆实现精准肿瘤识别与优先瘤内蓄积，确保足量铁、DOX和MSA-2到达肿瘤部位。

（4）CM@HFeS/DOX/MSA-2在A20淋巴瘤细胞中的铁死亡相关细胞毒性与氧化应激 

L929细胞活力保持在80%以上，显示CM@HFeS具有良好生物相容性。A20淋巴瘤细胞中，CM@HFeS/DOX/MSA-2组存活率最低（12%），显著低于DOX+MSA-2组（24.7%）和CM@HFeS/DOX组（29%）（图4A）；活/死双染显示该组细胞近乎完全死亡，Annexin V–FITC/PI流式证实总凋亡率达60%。FeRhoNox-1染色显示CM@HFeS/DOX/MSA-2处理后Fe²⁺荧光增加45倍（图4B-C），GSH降至对照的64.9%（图4D）；DCFH-DA显示该组ROS水平最高（图4E），·OH信号最显著（图4F-G）；C11-BODIPY显示CM@HFeS/DOX和CM@HFeS/DOX/MSA-2组出现显著脂质过氧化（图4H-I），后者MDA水平显著升高（图4J）；Western blot显示两组GPX4表达下调最显著（图4K-L）。Ferrostatin-1（Fer-1）显著逆转细胞活力丧失和脂质过氧化升高。上述结果表明HFeS纳米平台至少部分通过铁死亡激活发挥抗肿瘤效应。

图4.(A) CM@HFeS、DOX + MSA-2、CM@HFeS/DOX 和 CM@HFeS/DOX/MSA-2 处理后 A20 细胞的存活率；(B) 不同制剂孵育后 A20 细胞中铁离子的荧光图像；(C) FeRhoNox-1 的平均荧光强度；(D) 不同制剂孵育后 A20 细胞中 GSH 含量的检测；(E) 不同制剂处理后 A20 细胞中 ROS 含量（DCFH-DA 探针）的荧光图像；(F) 不同纳米材料处理后 A20 细胞中 •OH 的检测；(G) 细胞内 •OH 荧光定量；(H) 不同纳米材料处理后 A20 细胞中 LPO 的检测；(I) 细胞内 LPO 荧光定量；(J) 不同纳米材料处理后 A20 细胞中 MDA 的检测。 （K）采用蛋白质印迹法检测不同纳米材料处理后A20细胞中GPX4的表达；（L）GPX4的定量统计图。

（5）线粒体功能障碍、免疫原性细胞死亡及树突状细胞激活

JC-1荧光探针显示CM@HFeS/DOX和CM@HFeS/DOX/MSA-2引起A20细胞线粒体膜电位显著崩溃，后者效应最强（图5A-B）；TEM证实该组线粒体嵴结构破坏、形态固缩，ATP水平显著降低（图5C），为免疫原性细胞死亡（ICD）提供代谢基础。CM@HFeS/DOX/MSA-2组CRT暴露和HMGB1释放最显著，ICD特征最强（图5D-G）；该组A20细胞被骨髓来源树突状细胞（BMDCs）更高效吞噬，流式定量证实吞噬效率显著高于其他组（图5H），成熟CD80⁺CD86⁺ BMDCs比例显著增加（图5I-J）。DOX诱导的DNA损伤、铁死亡相关DAMP释放与MSA-2直接激活STING通路协同作用，建立线粒体损伤-ICD-DC激活的强化免疫级联，为细胞毒性T细胞初始活化奠定基础。

图5. ( A) 不同试剂处理后A20细胞线粒体膜电位（JC-1探针）的代表性荧光图像及其相应的定量分析(B)；(C) A20细胞中ATP的检测；(D) 不同纳米材料处理后A20细胞中CRT的暴露检测；(E) CRT的平均荧光强度；(F) 不同纳米材料处理后A20细胞中HMGB-1的释放；(G) HMGB-1的平均荧光强度；(H) BMDC对A20细胞的摄取；(I) 流式细胞术检测A20细胞与不同纳米材料处理的A20细胞共培养后DC的活化情况；(J) 成熟DC的定量分析。

（6）CM@HFeS/DOX/MSA-2的体内抗肿瘤效应

A20淋巴瘤荷瘤BALB/c小鼠模型中，第1、4、7、10天分别给予PBS、CM@HFeS、DOX、CM@HFeS/DOX或CM@HFeS/DOX/MSA-2（DOX 4 mg/kg）（图6A）。CM@HFeS/DOX/MSA-2组第21天肿瘤生长抑制率达84.5%，终末体积286 mm³，显著低于所有对照组（图6B、F）；终点肿瘤重量降至0.15 g（图6C），代表性照片显示该组均呈一致肿瘤消退（图6E）。各组均未出现显著体重下降（图6D）。肿瘤组织H&E显示该组广泛坏死，Ki67显示增殖活性显著降低，CD31显示微血管密度显著下降，TUNEL证实凋亡水平最高。生物安全性评估显示，该组主要脏器未见炎症浸润或组织损伤，血清生化及血细胞指标均正常，而DOX组出现轻度肝空泡变性及肝肾指标异常。上述结果表明CM@HFeS/DOX/MSA-2兼具强效抗肿瘤疗效与极低全身毒性。

(7) CM@HFeS/DOX/MSA-2介导的抗肿瘤机制

流式细胞术分析显示，CM@HFeS/DOX/MSA-2处理后淋巴结中成熟DCs（CD11c⁺CD86⁺）百分比显著增至30.55%，高于PBS（16.84%）、CM@HFeS（17.44%）及DOX（21.68%）组（图6G-H）；淋巴结驻留T细胞中CD4⁺和CD8⁺比例分别升至54.82%和30.98%（PBS组26.35%和10.86%），Tregs（CD4⁺Foxp3⁺）降至22.30%（PBS组51.26%），CD8⁺/Treg比值由0.22升至1.27，CD4⁺ Teff/Treg比值亦显著增加（图6I-N）。脾脏分析显示该组诱导 robust 记忆T细胞形成，CD4⁺和CD8⁺ Tem（CD44⁺CD62L⁻）分别达37.68%和37.57%，显著高于PBS组（17.99%和18.61%）（图6O-R）。肿瘤免疫荧光显示该组CD3⁺、CD4⁺和CD8⁺ T细胞浸润显著增加，荧光强度最高（图6S-T）；M1型巨噬细胞标志物CD86表达增加而M2型CD206降低，提示该纳米平台可缓解免疫抑制性肿瘤微环境。

图6.CM@HFeS/DOX/MSA-2的体内抗肿瘤作用。(A) 治疗方案和监测周期示意图。(B) 不同治疗组小鼠的肿瘤体积曲线。(C) 不同治疗组小鼠的肿瘤重量。(D) 不同治疗组小鼠治疗期间的体重曲线。(E) 不同治疗组小鼠的肿瘤图像。(F) 不同治疗组单个肿瘤的生长曲线；(G) 不同组小鼠淋巴结中成熟树突状细胞(DC)的流式细胞术分析和定量；(H) 不同组小鼠淋巴结中CD4+ T细胞的流式细胞术分析；(J) 不同组小鼠淋巴结中CD8+ T细胞的流式细胞术分析；(K) 不同组小鼠淋巴结中CD4+ T细胞和CD8+ T细胞阳性率的定量统计；(L) 不同组小鼠淋巴结中CD4+ T细胞和Foxp3+ T细胞分布的流式细胞术聚类分析。 （M）各组小鼠淋巴结中CD3+CD4+Foxp3-细胞（效应T细胞）与CD3+CD4+Foxp3+细胞（调节性T细胞）的比例；（N）各组小鼠淋巴结中CD8+CTL/Treg和CD4+Teff/Teff的比例；（O）流式细胞术分析和定量各组小鼠脾脏组织中CD44+和CD62L-T细胞的分布，以CD4+T细胞为门控（P）；（Q）流式细胞术分析和定量各组小鼠脾脏组织中CD44+和CD62L-T细胞的分布，以CD8+T细胞为门控（R）；（S）各组小鼠肿瘤组织中CD3、CD8、CD4、CD86和CD206的免疫荧光切片； （T）对各组小鼠肿瘤组织进行免疫荧光染色定量分析。图中显示了CD3、CD4、CD8、CD86和CD206的平均荧光强度，分别代表T细胞（CD3、CD4、CD8）、M1型巨噬细胞（CD86）和M2型巨噬细胞（CD206）。

(8) 铁死亡-STING协同激活的转录组学与分子证据

转录组测序和Western blot分析显示，对照组与CM@HFeS/DOX/MSA-2治疗组共有12,215个共表达基因，基因表达谱显著改变（图7A）；差异分析鉴定出485个上调基因和109个下调基因（q<0.05且|log₂FC|>1）。GO富集分析显示差异基因显著富集于免疫应答、氧化还原稳态和细胞死亡调控（图7B）；KEGG分析鉴定出15条显著激活通路，包括铁死亡、Toll样受体和T细胞受体信号通路（图7C），GSEA证实这三条通路显著上调。Western blot检测cGAS-STING通路显示，治疗组p-STING、p-TBK1、p-IRF3和cGAS水平显著升高（图7D-H），证实该通路有效激活。上述结果表明CM@HFeS/DOX/MSA-2在体内同时激活铁死亡和cGAS-STING信号通路，共同贡献于其免疫治疗疗效。

图7.肿瘤组织的转录组和蛋白质印迹分析。(A) 对照组和CM@HFeS/DOX/MSA-2组的维恩图，显示12,215个共表达基因；(B) GO富集分析排名前15的通路气泡图；(C) KEGG富集分析排名前15的通路气泡图；(D) 不同处理后肿瘤组织中cGAS-STING通路相关蛋白的蛋白质印迹分析；pSTING (E)、cGAS (F)、pIRF3 (G) 和 pTBK1 (H) 的定量统计图。

（9）CM@HFeS/DOX/MSA-2诱导免疫记忆的疫苗保护效应

体内疫苗接种实验中，经CM@HFeS/DOX/MSA-2处理的濒死A20肿瘤细胞接种于小鼠右腋窝，七天后左腋窝接种活肿瘤细胞。CM@HFeS/DOX/MSA-2疫苗组仅一只小鼠成瘤，显著少于对照组，终点肿瘤重量及代表性图像证实其强效抑瘤作用；各组均无明显毒性，第21天大体外观显示疫苗组疗效优越。流式细胞术显示疫苗组脾脏CD3⁺CD4⁺和CD3⁺CD8⁺ T细胞比例显著升高，效应记忆T细胞（CD44⁺CD62L⁻）显著富集，表明纳米疫苗诱导全身性免疫记忆。肿瘤免疫荧光显示疫苗组CD3⁺和CD8⁺ T细胞浸润最高且Ki67表达最低，提示T细胞活化强烈及肿瘤细胞增殖受抑。

（10）CM@HFeS/DOX/MSA-2增强PD-1抗体的治疗效果

A20荷瘤BALB/c小鼠联合治疗中，联合组（CM@HFeS/DOX/MSA-2+PD-1单抗）肿瘤抑制最显著，代表性图像、肿瘤重量及个体生长曲线证实其优越疗效，各组无显著体重下降，第21天图像显示联合组肿瘤显著消退。成像质谱流式（IMC）分析12个ROIs中181,389个细胞，鉴定出14个免疫细胞群（图8A-B）；UMAP和热图可视化标志蛋白表达（图8C），显示活化GzmB⁺CD38⁺CD8⁺ T细胞在纳米平台及联合组最丰富，DC浸润显著增加，B细胞比例降低；CD103⁺MHCII⁺CD4⁺ T细胞在联合组富集。四色IMC显示联合组CD8⁺/GzmB⁺ T细胞与CD11c⁺ DCs显著共定位（图8D）。空间域分析鉴定10个CNs，CN3（活化CD8⁺ T细胞富集）在纳米平台组显著富集（图8E-F），B细胞富集域减少。细胞相互作用分析显示联合组B细胞-CD8⁺ T细胞及DC-GzmB⁺CD38⁺CD8⁺ T细胞相互作用显著增强（图8G），反映高效DC介导抗原呈递。上述结果表明CM@HFeS/DOX/MSA-2联合PD-1阻断重塑肿瘤免疫景观和细胞间通讯，促进强效抗肿瘤免疫。

图8.通过成像质谱流式细胞术 (IMC) 对免疫细胞表型进行全面鉴定和空间映射。(A) UMAP 可视化图，颜色编码代表通过对 IMC 数据集结果中 CD45 +细胞进行无监督聚类而识别出的不同免疫细胞群；(B) UMAP 可视化图，基于空间位置的颜色编码代表免疫细胞；(C) 免疫细胞簇中标记蛋白表达谱的热图；(D) 来自 IMC 的四色复合图像揭示了肿瘤浸润的 CD8 + /GzmB + T 细胞（红/绿）与 CD11c +树突状细胞（浅蓝）的相互作用；(E) 通过热图可视化的邻域特异性细胞类型富集模式，拓扑域根据其特征细胞成分命名；(F) 通过堆叠条形图 (n = 3) 表示的 CN 中免疫细胞簇分布的比较分析；(G) 通过气泡图表示的 Cell Chat 预测和 IMC 空间数据的整合分析。

（11）免疫细胞耗竭揭示CD8⁺ T细胞主导的抗肿瘤应答及吞噬细胞清除的免疫调节作用

体内免疫细胞耗竭实验中，联合治疗加氯膦酸盐脂质体组（耗竭巨噬细胞/单核细胞）肿瘤抑制最强，体积最小、重量最轻（图9A-C、E）；CD8⁺ T细胞耗竭导致肿瘤快速进展，确定其为介导肿瘤控制的主要效应细胞；CD4⁺ T细胞耗竭仅致中度生长，发挥辅助作用。组织学显示联合治疗加氯膦酸盐组广泛肿瘤坏死；免疫荧光显示该组CD8⁺ T细胞和CD86⁺ DC浸润增加，CD206⁺ M2样巨噬细胞显著减少（图9F），定量分析证实效应免疫细胞富集（图9G）。各组体重稳定（图9D）。上述结果确定CD8⁺ T细胞为驱动肿瘤控制的主导群体，清除免疫抑制性吞噬细胞可增强疗效；氯膦酸盐处理后DC和CD8⁺ T细胞浸润增加，与DC-CD8免疫轴强化一致，但因氯膦酸盐非DC特异性工具，后续需DC特异性模型明确其不可或缺性。

图9.不同组别小鼠的肿瘤体积曲线；（B）不同组别小鼠的肿瘤图像；（C）不同组别小鼠的肿瘤重量；（D）不同组别小鼠在治疗期间的体重曲线；（E）不同组别小鼠单个肿瘤的生长曲线；（F）不同治疗组肿瘤组织的HE染色及CD4、CD8、CD86和CD206免疫荧光染色图像；（G）不同治疗组中CD4、CD8、CD86和CD206的定量分析。