针对上述问题，北京化工大学马贵平构建了一种温度门控可编程药物释放系统，将光热微胶囊与热敏药物递送系统整合。通过合成白光热变色内酯（LPL）并将其与双酚A（BPA）及饱和脂肪醇复合，利用明胶和羧甲基纤维素钠（CMC）作为壁材，制备出具有光热温度墙（PTW）效应的微胶囊，在808 nm近红外光照射下，微胶囊展现出光热“关闭”和“开启”两种模式，其临界点形成PTW，可调节以确保安全的光热治疗温度。随后，以明胶-琼脂糖（Gel-co-AG）和N-异丙基丙烯酰胺- N-羟甲基丙烯酰胺（NIPAm-co-NMAm）分别为核和壳，设计出可编程的温度门控药物释放系统，其核和壳层的药物释放温度阈值可通过组成比例调节。将光热层与药物释放层整合到水凝胶（PLGD）中，实现了依次释放凝血酶、万古霉素和碱性成纤维细胞生长因子（bFGF）。体外实验显示PLGD对金黄色葡萄球菌和大肠杆菌具有高杀菌率（>99.9%），并对金黄色葡萄球菌生物膜具有高去除率（92.3%）。在感染小鼠模型中，PLGD通过按需释放药物加速了伤口愈合，为光热治疗的应用和伤口愈合提供了新方法。该文章于2025年6月11日以《An Intelligent Hyperthermia System with Photothermal Temperature Wall Effect for Programmable Gated Drug Release in Wound Healing》为题发表于《Advanced Functional Materials》（DOI：10.1002/adfm.202422554）。

研究示意图

（1）PCC微胶囊的制备和表征

为开发具有PTW效应的光热组件，通过单步环化反应合成LPL，如图1a所示，LPL与BPA间的质子转移由PCM的固液相变调控，相变后，LPL通过与BPA形成氢键，在低于相变温度下保持开环的有色状态；温度升高、液相环境形成时，LPL发生去质子化和闭环，光热行为消失，这种双模态动态转换是产生PTW效应的关键前提。采用高速乳化法制备PCC乳液用于水凝胶环境，乳化过程中系统初次缩合后的绿色负载行为与其光热性能直接相关。超高速乳化的速率也影响乳液的稳定性和分散性，5000 rpm的乳化效果最佳，稳定性可维持5天，以十六醇为PCM的乳液在PH温度下展现出灵敏的PCC能力（图1b、c），光热研究结果显示，不同LPL浓度的乳液在照射100 s后光热温度趋于稳定（图1d），且随着近红外光照射功率密度的增加，其温度稳定性得以维持（图1e）。温度随PCM的改变而变化（1.5 W cm^-2）：十五醇（PCM15）45.7 ℃、十六醇（PCM16）47.8 ℃、十七醇（PCM17）55.2 ℃、十八醇（PCM18）58.8 ℃（图1f）。为防止核心泄漏、增强生物相容性，使明胶（Gel）和羧甲基纤维素钠（CMC）自组装在三元复合物表面形成壳材料。从微观角度看，暴露于808 nm近红外光照射60 s时，基于LPL的微胶囊从外到内随PCM相变颜色从绿色褪至无色，一些未熔晶体向微胶囊中心聚集；移除近红外光照射后，微胶囊在120 s内完全恢复初始颜色（图1g）。

图1. PCC微胶囊的制备及表征。a）PCC微胶囊示意图及PCC能力机制；b）基于LPL的PCC乳液在加热时的热致变色过程；c）加热后的颜色恢复；d–f）在不同实验参数下乳液的光热曲线：d）在808 nm近红外光照射下；功率密度为1.5 W·cm^-2时，改变与600 mg十六醇混合的LPL/BPA含量；e）在808 nm近红外光照射下，功率密度可变时，固定LPL/BPA/PCM质量比；以及f）在808 nm近红外光照射下，功率密度为1.5 W·cm^-2时，不同熔点的饱和脂肪醇作为PCM；g）PCC微胶囊的光学显微镜图像，显示在近红外光照射下的光热褪色以及在冷却至室温时的颜色恢复

（2）PCC水凝胶制备的表征和PTW的生成

光热微胶囊被载入明胶甲基丙烯酰（GelMA）-聚乙二醇二丙烯酸酯（PEGDA）水凝胶中，制成具有恒温PTW效应的伤口敷料（图2a）。该复合水凝胶在405 nm紫外光照射下30 s内快速形成，凝胶化后仍保留PCC能力，样品在近红外光照射60 s后迅速褪至米白色，随后90 s内逐渐恢复绿色（图2b）。扫描电子显微镜（SEM）图像显示PCC微胶囊嵌入三维水凝胶网络中，平均冻干后尺寸为6.84 µm，与核心组分尺寸一致（图2c、d）。十六醇的相变点在环境变化和与多种材料混合后降低1 ℃以内，且在五个加热-冷却循环中保持稳定（图2e）。如图2f所示，加入乳液组分后，水凝胶的储能模量（G′）超过损耗模量（G″），确认其弹性行为，入PCC乳液导致PLG模量不同程度降低，归因于水凝胶中聚合物网络的稀释。随后验证了与PTW相关的指标，制备了微胶囊分散体积比为30%（PL30G）、40%（PL40G）、50%（PL50G）和60%（PL60G）的水凝胶，在1.5 W·cm^-2的近红外光功率密度下，所有组在3 min内达到PTW，浓度差异仅体现在加热速率上（图2g）。值得注意的是，仅使用PL40G并改变近红外光功率密度（<2.1 W·cm^-2），可调节PTW的温度，后来用于编程不同PTW温度门控的药物释放系统（图2h）。在不同的近红外光照射起始温度下，PL40G的PTW在3 min后也显示出归一化（图2i）。此外，使用不同碳链长度的PCM产生个性化的PTW效应（1.5 W·cm-2）：十五醇（PLG15）45.8 ℃、十六醇（PLG16）46.7 ℃、十七醇（PLG17）50.9 ℃和十八醇（PLG18）56.5 ℃（图2j），这些PTW温度在皮肤安全PTT范围内，具有相当的应用潜力。最后，光热循环研究的结果确保了PLG在多次长期PTT治疗中的稳定性，随着PCM的改变，相应的光热转换效率也略有提高（图2k），分别达到24.3%（PCM15）、29.7%（PCM16）、38.6%（PCM17）和38.1%（PCM18）。在热成像下，所有组（蓝色虚线框）在近红外光照射2 min后PTW效应清晰可见（图2l）。

图2. PCC水凝胶制备及PTW生成的表征。a）PCC水凝胶制备示意图；b）PCC水凝胶的凝胶化及其在近红外光照射下的PCC能力；c）PLG冻干后的扫描电子显微镜图像；d）PCC微胶囊的核心尺寸分布；e）PCM15–18的五次差示扫描量热循环；f）使用包含10 wt% GelMA和5 wt% PEGDA的水凝胶基质制备的具有相同乳液比例的水凝胶的温度-流变扫描曲线；g–j）在不同参数下建立和表征PTW效应：g）在808 nm近红外光照射下，功率密度为1.5 W·cm-2时，用不同体积比的微胶囊分散体制备的PLG的光热曲线；h）在808 nm近红外光照射下，功率密度可变时，PL40G的光热曲线；i）在808 nm近红外光照射下，功率密度为1.5 W·cm^-2时，不同环境温度下PL40G的光热曲线；j）在808 nm近红外光照射下，功率密度为1.5 W·cm^-2时，含有不同PCM的PL40G的光热曲线；k）PL40G在五个光热循环中具有不同PTW的光热曲线（插图：PLG16的光热转换效率图）和l）对应的红外图像

（3）温度门控药物释放核壳微球

使用基于NIPAm的材料制备了具有可调体积相变温度（VPTT）的外壳层，在VPTT以下，NIPAm与水形成氢键；在VPTT以上，疏水相互作用占主导，导致聚合物核心收缩。与更亲水的NMAm共聚时，VPTT相应增加（图3d）。在人体体温至50 °C的温度范围内，不同水凝胶的体积相变差异显著，因此，可根据应用需求选择特定比例，以在PTW温度以下最大化药物保留，在PTW温度以上增强脉冲药物释放。将这些层整合到PLGD中后，可根据需求利用特定的PTW温度产生PTW门控的药物释放程序，开发了一种药物释放程序，旨在进行后续的体内研究。通过体温（37.0 °C，门控I）、PL40G在1.2 W·cm^-2照射下（45.1 °C，门控II）和PL40G在1.8 W·cm^-2照射下（50.2 °C，门控III）建立了三个PTW效应。因此，三元药物负载系统的释放基于明胶（32.2 °C，门控I释放触发）、NIPAm-co-NMAm-9:1（42 °C，门控II释放触发）和Gel-co-AG-6:1（47.0 °C，门控III释放触发）的熔点，分别记为PLGD-I、PLGD-II和PLGD-III，以实现伤口愈合不同阶段的个性化药物递送功能（图3a）。为了观察微球的药物释放行为，将其暴露于油相释放介质中，使用红色和蓝色染料分别作为内层和外层的模型药物，如图3b所示，由于核心微球数量固定，在两步法制备后同时观察到双层和单层微球，单层和双层微球的平均直径分别为154和115 µm。在门控I时，两层均未观察到明显的药物释放。执行门控II加热程序后，微球迅速收缩，颜色变暗，直径减小至71%（图3d），由于核心支撑，没有更显著的收缩。相比之下，非核心微球直径缩小至原始尺寸的66%（图3e），这伴随着核心溶解，药物迅速随内部水分渗透（蓝色）。冷却后，微球重新膨胀，在1分钟内恢复至原始直径的86%。然后重复该步骤，水在加热和冷却过程中被排出并重新吸收回聚合物网络，显示出与第一次循环相似的收缩率（53%），证实了热控药物释放程序的可重复性（图3b）。在多次脱水-膨胀循环后，第三次在该温度下执行门控III加热程序时，释放的药物无法重新进入微球，而是附着在其表面，呈深蓝色，在门控III温度下，微球直径减小至66%，并在60秒后无法恢复，这是由于核心支撑结构的熔化和分子链失去螺旋构型导致支撑强度降低（图3c）。总体而言，通过在接近VPTT时的超敏感脉冲释放实现了外壳层药物的PTW门控释放（图3f）。最后，分别进行了两次循环的门控II和一次循环的门控III药物释放。在门控I温度下，万古霉素在初始脉冲释放后达到平台期。由于外层提供的物理屏障，内层药物释放极少，bFGF（分子量16.5 kDa）被限制在双聚合物网络内。然后评估了外壳层药物的循环稳定性，万古霉素在门控II温度门控下发生超敏感脉冲释放，在两次循环后总释放率为39.5%，而bFGF释放仅为15.6%。在执行10分钟的门控III程序后，内层逐渐熔化，复合链的动能增加，多孔结构放松，使内层bFGF的脉冲释放达到35.9%（图3g）。

图3. 核心-外壳药物负载微球的PTW响应及相关药物释放（DR）的表征。a）核心-外壳微球在PTW门控下的程序化药物释放示意图；b、c）外壳层在（b）门控II（2个循环）和（c）门控III（在PLGD-II两个循环后）PTW温度下的变形；d）体积-温度转变曲线；e）在三个PTW门控过程中微球尺寸的变化；f）在壳层聚合过程中NIPAm和NMAm的不同比例导致不同的VPTT和相应的PTW药物释放温度；g）在三个PTW门控药物释放程序下核心-外壳层的药物释放曲线

（4）PLGD的体外杀菌性能

感染伤口因存在脓液、表面渗出物甚至细菌生物膜而难以治疗，在评估PLGD的杀菌行为时，采用平板计数法评估其对大肠杆菌和金黄色葡萄球菌的杀菌效率。万古霉素通过与细菌细胞壁内的前体分子结合，抑制肽聚糖层的形成，防止正常分子间聚合和交联，因此，PLGD在释放少量万古霉素时对金黄色葡萄球菌展现出92%的杀菌活性。值得注意的是，经过温度控制的药物释放程序后，万古霉素发生脉冲释放并与光热效应协同作用，使PLGD-III对金黄色葡萄球菌和大肠杆菌的杀菌效率分别达到99.99%和99.9%（图4a、b）。负载万古霉素后，金黄色葡萄球菌的抑制区直径为2.4 ± 0.12 cm（图4a），而大肠杆菌的抑制区直径小于1.4 cm。利用PTW控制程序实现大量万古霉素释放，PL40GD-II和PL40GD-III对金黄色葡萄球菌分别形成平均抑制区3.05 ± 0.13 cm和3.54 ± 0.15 cm（图4a）。以金黄色葡萄球菌和大肠杆菌为代表细菌构建生物膜，评估PLGD在温和光热方案（结合物理高热和药物治疗）驱动下的增强抗生物膜效果。此外，纳入等比例的金黄色葡萄球菌和大肠杆菌混合生物膜模型以模拟更复杂的炎症状况，Syto 9是一种能穿透细菌细胞膜并与核酸结合的小分子，用绿色荧光标记健康细菌，而碘化丙啶（PI）用于检测死亡或膜受损细菌的红色荧光（图4c）。值得注意的是，细菌凋亡过程中或细胞死亡早期膜通透性变化使PI和Syto 9能够穿透细菌，产生双重染色的橙色荧光。单一光热治疗或最小药物释放不足以破坏生物膜的胞外多糖基质形成的保护层，在金黄色葡萄球菌组中，PLGD-II的结果证实温度门控治疗方案可以物理增强抗生素在生物膜内的渗透性和流动性，提高跨膜运输效率，增加细菌对药物的敏感性，实现92.3%的生物膜清除效率（图4f）。这与结晶紫测定结果（图4e、g）一致，证实PTW门控治疗方案将生物膜清除率从单一因素治疗下的<50%提高到>90%。随后，使用扫描电子显微镜（SEM）观察生物膜形态并分析协同药物光热作用下的杀菌机制。尽管观察到细菌死亡，但生物膜结构仍然完整，表明仅消除了表面细菌，而内部未受影响。然而，在PLGD在门控II和III下的光热-药物释放协同作用下，PTT首先破坏金黄色葡萄球菌的肽聚糖屏障，随后万古霉素渗透并抑制转肽酶和羧肽酶的酶促反应，这导致细菌结构受损和细胞内容物泄漏，这种动态协同效应成功消除了深层细菌。由于大肠杆菌的细胞壁远不如革兰氏阳性菌坚固，其表面在高温下容易收缩甚至破裂，通过SEM观察到的形态较差。然而，由于其对万古霉素的固有耐药性，其清除率不如金黄色葡萄球菌高，间接表明靶向药物的选择对结果有显著影响（图4d、h）。

图4. 体外杀菌性能。a）与不同组共培养后，金黄色葡萄球菌在琼脂平板上的单菌落和抑制区的数码图像；b）使用与每组共培养后的对数（菌落形成单位（CFU））值评估杀菌效果；c）使用每种样品应用相应的杀菌程序后生物膜的共聚焦激光扫描显微镜图像；d）生物膜内金黄色葡萄球菌、大肠杆菌和混合菌株的形态的扫描电子显微镜图像；e）金黄色葡萄球菌生物膜的结晶紫染色图像；生物膜的f）存活率和g）抑制率；h）PLGD通过PTW门控药物释放程序的抗生物膜活性示意图

（5）PLGD的生物相容性

基于敷料对皮肤安全性、胶原纤维再生和血管生成的影响，采用L929小鼠成纤维细胞和人脐静脉内皮细胞（HUVECs）进行体外细胞相容性研究。由于最初合成了基于LPL的光热微胶囊，因此对其细胞毒性进行了评估，如图5a所示，细胞计数试剂盒-8（CCK-8）实验结果显示，PL0G、PL10G、PL20G和PL40G组的细胞存活率>80%，PL60G组>90%，表明LPL对细胞增殖具有轻度抑制作用，所有样品在48小时后均显示出可忽略的细胞毒性，表明PCC微球上的保护性水凝胶涂层增强了PLG的细胞相容性。为进一步验证生物相容性，执行了温度控制的药物释放程序，随后进行活/死染色和划痕实验以观察细胞生长趋势，如图5b所示，使用L929细胞和HUVECs观察到的结果进一步表明温度控制的药物释放程序对细胞增殖的影响，与CCK-8实验结果一致，PLGD-III在通过门控I和III脉冲释放凝血酶和bFGF后显示出最高的细胞增殖率，加强并协调了细胞增殖，划痕实验也证实了温度控制的药物释放程序在提高细胞迁移率方面的有效性。与对照组相比，PLGD-III使L929细胞的迁移率提高了62.9%，在后期伤口恢复中可促进内皮细胞增殖和迁移以及血管生成（图5f）。最后，全面表征了血液相容性。图5d结果显示所有组的溶血率均低于生物材料的安全阈值（5%）。考虑到感染伤口不可避免的出血，门控I温度控制有助于凝血酶释放，通过体外全血凝血实验评估该程序的有效性，其中较低的血液凝血指数（BCI）表示材料促进血小板聚集的能力更强，如图5e所示，PLGD的BCI低于商业纱布和对照组，PLGD-III显示出最佳的凝血性能，BCI为24.3%，略高于商业止血敷料。

图5. 体外生物相容性性能。a）不同质量比的PCC微胶囊的PLG的细胞毒性研究；b）在PTW门控药物释放程序下的活/死细胞染色；c）不同给药方案下L929细胞的代表性流式细胞仪图；d）水凝胶的溶血率（%）；e）动态全血凝血研究的结果；f）在不同PTW门控药物释放程序下L929细胞迁移的图像

（6）生物膜感染小鼠伤口的体内伤口重建及机制研究

感染伤口常因清创延迟和伤口渗出而出现大量病原菌增殖，金黄色葡萄球菌易在伤口处聚集，形成生物膜并引发严重炎症反应，阻碍伤口愈合，甚至导致溃疡，因此，使用感染金黄色葡萄球菌生物膜的全层小鼠伤口作为体内模型。在第1天和第2天进行10分钟的门控II程序，然后在第4天进行10分钟的门控III程序（图6a）。PLGD通过氢键、偶极-偶极相互作用和渗出液的表面张力粘附在伤口表面后，用纱布固定，如图6b所示，对照组因严重的金黄色葡萄球菌生物膜感染在第3天出现部分溃疡，而MXene组出现明显的渗出。相比之下，经近红外光照射处理的MXene-II和PL40GD-III组出现结痂。比较第6天和第9天的伤口愈合比率，PLGD-III组的愈合效果显著优于其他组，证实温度门控治疗方案成功消除了生物膜，并防止过度炎症影响bFGF的疗效，即PLGD的温度门控药物释放方案通过在最佳阶段脉冲释放成分实现了最大利用效率。苏木精-伊红（H&E）染色显示，MXene-II组在PTT后清除了生物膜。然而，由于缺乏PTW导致光热行为失控，伤口区域显得不健康且凹陷，出现皮肤丢失、显著结痂以及热损伤细胞（图7a），甚至在第15天仍有炎症细胞存在（图6f）。在PTW提供的恒温光热保护和药物协同作用下，形成了1.22毫米的上皮层（图6d）。然而，表皮的增生和结痂厚度极小，表明几乎无瘢痕愈合。采用Masson三色染色评估伤口部位的胶原沉积情况。在PLGD-III组中，第7天平均胶原沉积量达到59.3%（图7e），第15天达到71.1%（图6e）。因此，在增殖阶段脉冲释放的bFGF作用下，成纤维细胞生长加速，细胞外基质发生重塑，胶原在新形成的细胞外基质上沉积，出现弹性胶原纤维。沉积的胶原为生长因子和细胞因子提供了平台，加速血管生成（图7b），血管密度为每平方毫米122条（图7f）。与对照组相比，PLGD-III在炎症阶段通过PTT-药物协同效应有效清除生物膜，通过外源性bFGF下调IL-6表达（20.6%）并调节IL-10表达（34.5%）以发挥抗炎作用（图7g）。对分化簇86（CD86，M1）和分化簇206（CD206，M2）进行免疫荧光染色显示，由于热损伤后炎症广泛，MXene-II组出现大量M1巨噬细胞浸润，过多的炎症因子阻碍了M1向M2的极化。相比之下，在PLGD-III组中，程序化药物释放和温和光热协同效应诱导M1向M2极化，M2细胞数量是M1细胞的1.6倍（图7d、h）。总之，PLGD利用PTW控制的药物释放编程作为治疗方法，显著提高了药物的时空利用效率，是治疗感染伤口的有效方法（图7i、j）。

图6. 不同PTW门控药物释放方案下的体内伤口愈合评估。a）动物实验示意图；b）15天内伤口的代表性图像及描绘伤口愈合的轮廓图；c）伤口闭合率；d）第15天的上皮厚度，通过e）苏木精-伊红（H&E）染色图像进行量化；f）第15天的胶原体积分数；通过g）Masson染色图像进行量化

图7. 在不同PTW门控药物释放程序下第7天的伤口体内组织病理学分析。a）苏木精-伊红（H&E）染色和Masson染色；b）在不同PTW门控药物释放程序下分化簇31（CD31）的免疫组化（IHC）染色图像；c）白细胞介素6（IL-6，绿色箭头）和白细胞介素10（IL-10，黄色箭头）的IHC染色；d）分化簇86（CD86，绿色星号）和分化簇206（CD206，黄色星号）的免疫荧光染色图像；e）第7天的胶原体积分数和f）血管密度；g）IL-6阳性比率；h）M2/M1巨噬细胞比率；i）PLGD治疗机制示意图；j）在PTW门控药物释放程序下相关指标的雷达图