针对上述问题，吉林大学王莹教授、林权教授、刘林林教授团队合理构建了具有级联催化活性的可视化光/纳米酶双驱动Janus PDAPdAu纳米机器人（PPA NBs），以实现深部肿瘤穿透、溶酶体逃逸、实时肿瘤可视化监测以及针对TNBC的光热-纳米催化协同治疗。该文章于2026年9月14日以《Visualized self-propelled nanorobots overcome tumor barriers for boosted photothermal-nanocatalytic synergistic therapy against triple-negative breast cancer》为题发表于《Journal of Nanobiotechnology》（DOI：10.1186/s12951-026-05065-y）。

方案1. PPA NBs的制备以及纳米催化治疗协同光热治疗产生超加和疗效的示意图。

（1）PPA NBs的设计、合成与表征

针对TNBC，设计了具有级联催化活性的双驱动Janus型PPA NBs。以TMB/F127/PDA复合胶束为结构单元，经乳液诱导界面各向异性组装合成介孔PDANPs，外表面含10–25 nm不规则孔；原位还原负载PdNPs赋予过氧化氢酶样活性，进一步负载兼具光热、荧光及GOx样活性的AuNDs，获得PPA NBs（图1a–c、f）。EDX显示C、N、O富集于核区，Pd和Au在PDA上呈非对称分布（图1d–e）。DLS表明水动力学粒径随组装逐步增大：PDA为599.3 nm，PDAPd为694.9 nm，PPA NBs为754.2 nm（图1g）；Zeta电位依次为−5.42、−14.1、−25.15 mV（AuNDs为−32.82 mV），负电性增强有利于肿瘤富集与药物释放（图1h）。UV-Vis显示AuNDs在537 nm处有SPR峰，PPA NBs在相同位置出现该峰且在808 nm处吸收显著（图1i）；FTIR证实PDA与AuNDs成功合成（图1j）。XPS全谱检出C 1s、O 1s、N 1s、Au 4f、Pd 3d信号；Pd 3d谱中337.3/342.7 eV对应Pd²⁺、335.0/340.3 eV对应Pd(0)（图1n），Au 4f在83.6/87.4 eV的特征峰（图1o），确证PdNPs原位生成及AuNDs的成功负载，上述结果共同证实PPA NBs合成成功。

图1. PPA NBs的合成与表征。(a)–(c) 非对称介孔PDANPs、PDAPd NPs和PPA NBs的TEM图像。(d)–(e) PPA NBs的HAADF及相应元素Mapping图像。比例尺：200 nm。(f) PPA NBs的SEM图像。比例尺：500 nm。(g) 材料的水动力学粒径，(h) Zeta电位，(i) UV-Vis吸收光谱和(j) FTIR光谱。(k) PPA NBs的XPS全谱。PPA NBs的(l) C 1s、(m) O 1s、(n) Pd 3d和(o) Au 4f的高分辨XPS谱。

（2）光学性质与多酶级联催化活性

AuNDs在666 nm处具有明显红色荧光发射峰，负载形成PPA NBs后荧光性能保持优异；在pH 4–10、高浓度Ca²⁺、K⁺、Na⁺、NH₄⁺干扰及储存7天后荧光强度均无显著变化，表现出优异的pH、离子和长期稳定性，可作为荧光探针用于体内外成像（图2a）。808 nm激光（0.5 W/cm²，10 min）照射下PPA NBs温升显著高于PDAPd和PBS对照（图2b–d），归因于AuNDs的等离激元效应；功率0.25、0.5、1.0、1.5 W/cm²时温度分别升至36.4、44.8、63.8、78.8 °C（图2c）。光热转换效率（η）为45.5%（图2e–f），三次激光开/关循环后光热性能衰减极小（图2g）。级联催化方面：AuNDs发挥GOx样活性催化葡萄糖氧化为葡萄糖酸和H₂O₂，葡萄糖消耗量与PPA NBs浓度呈正相关（图2i）；Pd组分发挥CAT样活性，H₂O₂清除和O₂产生速率均呈浓度依赖性，NIR功率增大时O₂生成量进一步增加（图2j–k）；稳态动力学显示PPA NBs组与PPA NBs+NIR组的Vmax分别为3.40和8.03 mM min⁻¹，证实升温可增强酶促动力学；葡萄糖存在时Au组分生成H₂O₂、Pd组分再生O₂，构成完整级联催化体系（图2h）。该材料兼具NIR驱动自主运动、升温加速酶促反应和PTT热消融三重功能。

图2. PPA NBs的光学性质与多酶催化活性。(a) AuNDs的荧光光谱。(b) 808 nm激光（0.5 W/cm²）照射下PBS、PDAPd和PPA NBs的升温曲线。(c) 不同功率密度808 nm激光照射下PPA的温度曲线。(d) 808 nm激光（0.5 W/cm²）照射下PBS和PPA NBs的红外热成像图。(e) 808 nm激光（0.5 W/cm²）开关模式下PPA NBs的温度变化曲线。(f) PPA NBs冷却时间与−Ln θ的线性拟合图。(g) PPA NBs的热稳定性。(h) PPA NBs多酶级联催化活性示意图。(i) 不同浓度PPA NBs对葡萄糖的消耗。(j) 不同浓度PPA NBs与H₂O₂孵育后的O₂生成。(k) 不同功率密度下PPA NBs与H₂O₂孵育后的O₂生成。

（3）自主运动性能

针对TNBC致密ECM阻碍纳米颗粒深部穿透、单一气驱动纳米机器人依赖特定酶活性和底物可用性的局限，基于PPA NBs非对称Janus结构构建了纳米酶/NIR双驱动机制：NIR照射下PDA和AuNDs非对称吸收光能形成热梯度，热自泳效应提供第一驱动力；TME中H₂O₂经PdNPs的CAT样活性催化分解持续产生O₂，提供第二驱动力。运动轨迹显示PPA NBs组因O₂非对称释放呈现一定方向性（图3b），NIR照射后自推进特征显著、方向性轨迹典型（图3c–d），源于AuNDs与PDA介导的光热局部温度梯度。MSD分析表明NIR照射下MSD随时间呈显著抛物线型增长（图3e）；速度定量显示PPA NBs组为4.98±0.64 μm/s，NIR照射下提高至5.34±1.21 μm/s（图3f）。上述结果证实PPA NBs在纳米酶/NIR双驱动条件下具有显著自主运动能力，有望实现深部肿瘤穿透。

图3. PPA NBs自主运动能力评估。(a) PPA NBs运动装置及机理图。(b) PPA NBs组和PPA NBs+NIR组在过氧化氢溶液中不同时刻的运动照片。比例尺：5 μm。(c)–(d) PPA NBs组和PPA NBs+NIR组的轨迹图。(e) PPA NBs组和PPA NBs+NIR组的均方位移及(f)平均速度。

（4）深层肿瘤穿透与溶酶体逃逸

为评估PPA NBs深部肿瘤穿透能力，建立4T1细胞来源的三维多细胞肿瘤球模型（3D MTSs，图4a）。无驱动力时PDA组荧光仅局限于肿瘤球外周；PPA NBs组和PDA+NIR组荧光信号更接近球中心，分别归因于纳米酶驱动和NIR光驱动扩散；PPA NBs+NIR组在肿瘤球核心区域呈现最广、密度最高的荧光信号，证实其到达肿瘤中央；穿透效率为72±3.0%，显著高于其他组（图4b–c）。溶酶体逃逸方面，CLSM观察Cy5标记纳米颗粒与Lyso-Tracker染色溶酶体的共定位（图4d）：PDA组红蓝荧光大量重叠，多数纳米颗粒被局限于溶酶体内；PPA NBs+NIR组红蓝荧光明显分离。Pearson相关系数分析显示（图4e）：PDA组共定位系数最高（0.71±0.04），PPA NBs组略降（0.64±0.04），归因于CAT样催化产生的O₂为溶酶体膜破裂提供部分推进力；PPA NBs+NIR组最低（0.23±0.02），归因于NIR热自泳与纳米酶驱动O₂产生协同破坏溶酶体膜，使纳米机器人高效逃逸至细胞质中发挥酶促功能。

图4. PPA NBs的深层肿瘤穿透与溶酶体逃逸。(a) 与纳米颗粒孵育后3D 4T1 MTSs的CLSM图像（n=3，比例尺：500 μm）。(b) 80 μm横截面处各组的穿透率（n=3）。(c) 80 μm横截面处各组肿瘤球的荧光面积（n=3）。(d) 经PDA、PPA NBs、PDA+NIR和PPA NBs+NIR处理的4T1细胞中Cy5标记的纳米颗粒（红色）与Lyso-Tracker染色的溶酶体（蓝色）的共定位图像（n=3，比例尺：5 μm）。(e) 纳米颗粒与溶酶体共定位的Pearson相关系数分析（n=3）。

（5）体外生物相容性与抗TNBC效果

首先系统验证PPA NBs的生物相容性。溶血试验显示，即使在最高浓度400 μg/mL下所有组上清均为无色，证明优异血液相容性（图5a-b）；这与正常乳腺上皮细胞系MCF-10A的CCK-8结果一致（图5c）。CCK-8法评估对4T1细胞的细胞毒性（图5d）：无NIR照射时，PDA组在400 μg/mL时细胞存活率达85.51±2.6%；PPA NBs组降至59.80±0.85%，显著低于PDA组。NIR照射后，PDA和PPA NBs均呈浓度依赖性细胞毒性：PPA NBs+NIR组在浓度≥100 μg/mL时细胞活力显著下降，200 μg/mL时降至32.12±0.98%，400 μg/mL时降至11.1±1.63%；PDA组200 μg/mL时细胞存活率仍为48±2.32%，400 μg/mL时降至23.60±1.74%。活/死细胞染色和克隆形成试验直观显示（图5e-f），PPA NBs+NIR组诱导的4T1细胞死亡水平高于所有其他组，证明PPA NBs联合NIR对TNBC产生强效的协同抗肿瘤效应。

图5. 体外生物相容性与细胞毒性。(a) PPA NBs溶血试验照片及溶血率（n=3）。(b) PDA的溶血率（n=3）。(c) 不同处理组MCF-10A细胞的相对活力。(d) 不同处理组4T1细胞的相对活力。(e) 不同处理后4T1细胞的Calcein-AM（活细胞，绿色）和碘化丙啶（死细胞，红色）共染色。比例尺=100 μm。(f) 不同处理条件下4T1细胞的克隆形成试验。

（6）肿瘤可视化监测与体内光热性能

经尾静脉向4T1荷瘤小鼠注射PPA NBs，于注射后4 h、12 h和24 h采集肿瘤及主要器官（心、肝、脾、肺、肾）进行离体荧光成像。如图6a-b所示，PPA NBs在给药后12 h于肿瘤部位蓄积达峰值；肿瘤部位强烈的荧光信号清晰证明PPA NBs具备通过荧光成像实现精准肿瘤监测的优异能力，可实现病灶准确定位和实时追踪。选择给药后12 h进行NIR照射（0.5 W/cm²，5 min），红外热成像显示PPA NBs+NIR组肿瘤部位达49.3°C，温升13.13°C，显著高于PBS+NIR组（39.2°C，<5°C），证明优异的体内光热性能（图6c-d）。离体肿瘤共聚焦成像显示（图6e），无驱动力时PDA仅到达肿瘤外周；纳米酶驱动或NIR驱动单一模式轻微促进向肿瘤中心浸润；PPA NBs+NIR组实现向肿瘤核心区域的深部穿透，有力证实双驱动力赋予纳米机器人优异的深部肿瘤穿透能力。

图6. PPA NBs的生物分布与光热能力。(a) 给药后不同时间点4T1荷瘤小鼠离体器官和肿瘤组织的PPA NBs荧光成像（n=3）。(b) PPA NBs在各器官和肿瘤组织中分布的荧光定量。(c) 局部NIR照射期间肿瘤部位温度变化，对应(d)中小鼠的光热成像。(d) 不同处理小鼠肿瘤的红外热成像（n=3）。(e) 不同处理小鼠肿瘤的CLSM图像，比例尺=1 mm（n=3）。

（7）体内抗TNBC疗效

免疫荧光染色评估显示：PDA+NIR组HIF-1α和HSP 70表达最高，前者归因于光热诱导血管损伤加剧瘤内缺氧，后者源于热应激激活的热休克反应；PPA NBs+NIR组两者均显著降低，分别归因于Pd的CAT样活性分解H₂O₂产生O₂缓解缺氧，以及AuNDs的GOx样活性耗竭葡萄糖、削弱HSPs合成能量供应，证明级联催化与PTT协同缓解缺氧并抑制热休克自我保护反应，增敏TNBC对PTT的响应。体内治疗方面，肿瘤体积达50–100 mm³时以PBS、PDA、PPA NBs、PDA+NIR或PPA NBs+NIR处理，给药后12 h对NIR组照射（图7a）；第14天时PBS组肿瘤体积达1224.78 mm³，PPA NBs和PDA+NIR组的肿瘤抑制率分别为28.5%和75.02%，PPA NBs+NIR组高达97%，肿瘤体积显著小于其他组（图7b–c），Bliss分析联合指数（CI）为0.168，证实纳米催化治疗与PTT的协同作用；该组肿瘤重量亦显著低于PDA+NIR组（图7d），各组小鼠体重均无明显下降（图7e），肿瘤生长曲线见图7f。H&E染色显示PPA NBs+NIR组诱导4T1肿瘤组织凋亡且主要器官无明显损伤（图7g）；TUNEL和Ki67染色显示该组TUNEL阳性荧光最强、Ki67阳性荧光最弱，证实其同时促进凋亡并抑制增殖，在满意的安全性下高效抑制TNBC生长。

图7. 体内抗肿瘤疗效研究。(a) 4T1肿瘤模型实验流程示意图。(b) 不同治疗干预后4T1荷瘤小鼠的肿瘤进展。(c) 不同处理组小鼠的肿瘤照片（G1：PBS；G2：PDA；G3：PPA NBs；G4：PDA+NIR；G5：PPA NBs+NIR）。(d) 研究结束时各组平均肿瘤重量。(e) 整个治疗期间体重变化。(f) 不同治疗方案下4T1肿瘤的个体生长曲线。(g) 治疗后各组肿瘤的H&E染色，比例尺=100 μm。

（8）体内安全性评价

H&E染色显示，各组小鼠主要器官（心、肝、脾、肺、肾）均未出现明显的治疗相关组织病理学异常，如炎性细胞浸润、坏死、纤维化或结构紊乱。第14天常规血液学检测显示组间差异可忽略不计（WBC、RBC、PLT、LYM、MCV、MCHC均无显著差异），验证这些治疗干预不损害血液学安全性。上述结果共同表明，PPA NBs联合PTT以令人满意的安全性高效抑制TNBC生长。

图8. 体内安全性评价。(a) 接受不同治疗方案的小鼠主要内脏器官（心、肝、脾、肾、肺）的H&E染色组织切片，比例尺=200 μm。(b) 治疗后第14天小鼠的血液学指标。